RiboDraw: semiautomated two-dimensional drawing of RNA tertiary structure diagrams

Publishing, discussing, envisioning, modeling, designing and experimentally determining RNA three-dimensional (3D) structures involve preparation of two-dimensional (2D) drawings that depict critical functional features of the subject molecules, such as noncanonical base pairs and protein contacts. Here, we describe RiboDraw, new software for crafting these drawings. We illustrate the features of RiboDraw by applying it to several RNAs, including the Escherichia coli tRNA-Phe, the P4–P6 domain of Tetrahymena ribozyme, a −1 ribosomal frameshift stimulation element from beet western yellows virus and the 5′ untranslated region of SARS-CoV-2. We show secondary structure diagrams of the 23S and 16S subunits of the E. coli ribosome that reflect noncanonical base pairs, ribosomal proteins and structural motifs, and that convey the relative positions of these critical features in 3D space. This software is a MATLAB package freely available at https://github.com/DasLab/RiboDraw.

RNA 3D modeling with FARFAR2, online

Understanding the three-dimensional structure of an RNA molecule is often essential to understanding its function. Sampling algorithms and energy functions for RNA structure prediction are improving, due to the increasing diversity of structural data available for training statistical potentials and testing structural data, along with a steady supply of blind challenges through the RNA Puzzles initiative. The recent FARFAR2 algorithm enables near-native structure predictions on fairly complex RNA structures, including automated selection of final candidate models and estimation of model accuracy. Here, we describe the use of a publicly available webserver for RNA modeling for realistic scenarios using FARFAR2, available at https://rosie.rosettacommons.org/farfar2. We walk through two cases in some detail: a simple model pseudoknot from the frameshifting element of beet western yellows virus modeled using the “basic interface” to the webserver, and a replication of RNA-Puzzle 20, a metagenomic twister sister ribozyme, using the “advanced interface.” We also describe example runs of FARFAR2 modeling including two kinds of experimental data: a c-di-GMP riboswitch modeled with low resolution restraints from MOHCA-seq experiments and a tandem GA motif modeled with 1H NMR chemical shifts.

Viröse Vergilbung in Zuckerrübe – Biologie und Befallsrisiko

Seit der Entdeckung, dass Zucker aus dem Wurzelkörper von Rüben extrahiert werden kann, ist die Zuckerrübe bis heute zur wichtigsten Zuckerpflanze der gemäßigten Breiten geworden. Die Zuckererträge werden jedoch erheblich durch Krankheiten und Schädlinge beeinflusst. Zu den wirtschaftlich relevantesten Erkrankungen zählen u. a. Viruserkrankungen, die über Bodenorganismen und sehr häufig auch von an den Blättern saugenden Insekten, wie Blattläusen und Zikaden, auf die Pflanzen übertragen werden. Die viröse Vergilbung, verursacht durch einen Komplex aus unterschiedlichen Virusspezies, wird hauptsächlich durch die Blattlausart Myzus persicae übertragen und kann zu Ertragsverlusten bis zu 50 % führen. In Deutschland treten das Beet yellows virus (BYV), das Beet mild yellowing virus (BMYV), das Beet chlorosis virus (BChV) vermehrt und das Beet mosaic virus (BtMV) seltener auf. Das Beet western yellows virus (BWYV) konnte bisher nur in den USA und Asien nachgewiesen werden. Die Symptome sind sehr variabel. Es können sich Chlorosen, Nekrosen und im Falle des BtMV mosaikartige Aufhellungen an den älteren Blättern ausprägen. Die Schwere des Befalls im Bestand unterliegt natürlichen Schwankungen der Blattlauspopulationen und hängt zudem mit dem Infektionszeitpunkt sowie klimatischen Bedingungen, vor allem in den Wintermonaten, zusammen. So bricht die Erkrankung zunächst nesterweise aus, bis sie sich im gesamten Bestand ausbreitet. Bisher ist in der Gattung Beta keine vollständige Resistenz gegenüber Vertretern des Vergilbungsvirus-Komplexes bekannt. Resistente Sorten sind also bisher nicht verfügbar. Die Vergilbungsviren konnten viele Jahre mithilfe von Saatgutbeizmitteln aus der Wirkstoffgruppe der Neonicotinoide zur Bekämpfung von Virusvektoren sehr gut kontrolliert werden. Für diese gibt es seit 2019 nun ein Einsatzverbot in Deutschland. Die einseitige Nutzung der verbliebenen Insektizide erhöht jedoch den Selektionsdruck auf die Blattlauspopulationen und wird zukünftig vermehrt zu Resistenzproblemen führen. Eine dauerhafte Kontrolle der Virusvektoren und indirekt der Virusspezies ist daher nur über Resistenzzüchtung möglich, die durch die veränderten Rahmenbedingungen bezüglich des Pflanzenschutzmittel-einsatzes im Zuckerrübenanbau zeitnah und mit entsprechender Intensivität durchgeführt werden muss.